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Abordaje de las infecciones parasitarias

Por Richard D. Pearson, MD, Professor of Medicine and Pathology, Associate Dean for Student Affairs, University of Virginia School of Medicine

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Los parásitos que afectan a los seres humanos son organismos que viven sobre o en una persona y obtienen los nutrientes de ella (su huésped). Hay 3 tipos de parásitos: protozoos, helmintos (gusanos) y ectoparásitos como la sarna y los piojos. Las infecciones parasitarias debidas a protozoos y helmintos son responsables de una elevada tasa de morbimortalidad en todo el mundo. Estas infecciones son muy prevalentes en América Central y del Sur, África y Asia , y son mucho menos frecuentes en Australia, Canadá, Europa, Japón, Nueva Zelanda y los Estados Unidos. El mayor impacto se observa, por mucho, en residentes de países pobres tropicales, aunque también pueden detectarse en países desarrollados en inmigrantes y viajeros que regresan de regiones endémicas y a veces en individuos que no son viajeros pero que presentan el síndrome de inmunodeficiencia adquirida (sida) u otras enfermedades que causan inmunodeficiencia.

Muchas infecciones parasitarias se diseminan a través de alimentos o agua contaminados con materia fecal , sobre todo en áreas donde las condiciones higiénico-sanitarias no son adecuadas. Estos parásitos, como el anquilostoma, pueden ingresar en la piel durante el contacto con material sucio y contaminado o, en el caso de los esquistosomas, durante el contacto con agua dulce. Otros parásitos, como los productores de paludismo, se transmiten por vectores artrópodos. Rara vez los parásitos se transmiten por transfusiones de sangre o agujas compartidas; también se informaron casos inusuales de enfermedad congénita transmitida de la madre al feto.

Algunos parásitos son endémicos en los Estados Unidos y otros países desarrollados, como oxiuros, Enterobius vermicularis, Trichomonas vaginalis, Toxoplasma gondii y parásitos entéricos como Giardia intestinalis (lamblia) y especies de Cryptosporidium.

Los protozoos se distinguen de los helmintos por varias cualidades importantes.

Protozoos

Los protozoos son microorganismos unicelulares que se multiplican por división binaria simple (ver Protozoos intestinales y en Protozoos extraintestinales). Los protozoos pueden multiplicarse en sus huéspedes humanos y el aumento de su carga provoca una infección incontenible. Salvo raras excepciones, las infecciones no producen eosinofilia.

Helmintos

Los helmintos son multicelulares y tienen sistemas de órganos complejos. A su vez, pueden dividirse en

Algunos parásitos se adaptaron a vivir en la luz del intestino en condiciones anaerobias, mientras que otros residen en la sangre o los tejidos en condiciones aerobias.

A diferencia de los protozoos, los helmintos no se multiplican en los seres humanos, pero pueden desencadenar reacciones eosinofílicas cuando migran a través de los tejidos. La mayoría de los helmintos desarrollan ciclos vitales complejos con parte de su vida fuera del huésped humano Unos pocos, entre ellos el Strongyloides stercoralis, la Capillaria philippinensis y el Hymenolepis nana, pueden aumentar su carga por autoinfección (los descendientes reinfectan al mismo huésped en lugar de contagiar a otro). En la estrongiloidiasis, la autoinfección puede provocar hiperinfecciones diseminadas peligrosas para la vida en individuos inmunodeficientes, en particular en los que toman corticoides.

La gravedad de las infecciones helmínticas suele correlacionarse con la carga de parásitos, salvo en algunas excepciones, como cuando un solo áscaris causa pancreatitis muy grave que amenaza la vida del paciente porque migra hacia el conducto pancreático y lo obstruye. La carga de parásitos depende del grado de exposición ambiental, ciertos factores relacionados con el parásito y las respuestas inmunitarias determinadas por los genes del huésped. Si un individuo se traslada de un área endémica, el número de parásitos adultos disminuye con el paso del tiempo. Algunos pocos parásitos (p. ej., Clonorchis sinensis) pueden sobrevivir varias décadas, pero la mayoría tiene una vida media de unos pocos años o menos. Puede obtenerse más información sobre infecciones parasitarias en la CDC’s Division of Parasitic Diseases (División de enfermedades parasitarias de los CDC).

Diagnóstico

Los métodos para el diagnóstico de las infecciones parasitarias especificas se comentarán en los capítulos siguientes y se reseñan en el Recolección y manipulación de las muestras para el diagnóstico microscópico de las infecciones parasitarias.

Las infecciones parasitarias deben tenerse en cuenta en el diagnóstico diferencial de los síndromes clínicos que aparecen en residentes o viajeros a áreas donde las condiciones higiénico-sanitarias no son adecuadas o donde las enfermedades transmitidas por vectores son endémicas. Por ejemplo, un viajero que regresa de uno de estos países y desarrolla fiebre puede haber contraído paludismo. La experiencia indica que los inmigrantes de países en vías de desarrollo a países desarrollados que regresan a sus hogares a visitar amigos y familiares presentan mayor riesgo de contraer estas enfermedades. A menudo, estos individuos no consultan o no pueden solventar la atención previa al viaje para recibir asesoramiento con el fin de prevenir enfermedades y tienen más probabilidades de ingresar en sitios peligrosos, donde los turistas no acceden ya que se alojan en hoteles. Si bien con menor frecuencia, debe considerarse la posibilidad de una infección parasitaria endémica o importada en residentes de países desarrollados que presentan síndromes clínicos compatibles, incluso aunque no hayan viajado.

Los antecedentes, los hallazgos en la exploración física y los datos de las pruebas de laboratorio también pueden sugerir una infección parasitaria específica. Por ejemplo, la eosinofilia es frecuente cuando los helmintos viajan a través del tejido y sugiere una infección parasitaria en un inmigrante o un viajero que regresó a su hogar.

En numerosos centros médicos importantes, clínicas de asesoramiento por viajes y centros de salud pública pueden realizarse consultas a médicos con experiencia en infecciones parasitarias y enfermedades tropicales.

En “Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern” (Identificación de los Parásitos Importantes para la Salud Pública mediante Pruebas de Laboratorio) se ofrecen descripciones detalladas de los métodos de diagnóstico; está disponible en el sitio web de los CDC en www.cdc.gov/dpdx/.

Recolección y manipulación de las muestras para el diagnóstico microscópico de las infecciones parasitarias

Parásito

Muestra óptima

Detalles de la recolección

Comentarios

Sangre

Especies de Plasmodium

Frotis grueso y fino de sangre capilar (punción digital o del lóbulo de la oreja con una lanceta desechables) o 5-10 mL de sangre fresca anticoagulada

Obtener varias muestras durante la enfermedad aguda.

Preparar los frotis con sangre capilar o sangre anticoagulada dentro de las 3 horas siguientes a la recolección.

.

Usar tinción de Wright o Giemsa.

Confirmar que los portaobjetos estén limpios.

Especies de Babesia

Frotis grueso y fino, igual que para las especies de Plasmodium

Obtener de la misma manera que para las especies de Plasmodium.

Usar tinción de Wright o Giemsa.

La morfología es similar a la de las formas anulares de las especies de Plasmodium, aunque sin pigmento ni granulocitos. Las tétradas confirman el diagnóstico de las especies de Babesia, pero son infrecuentes.

Especies de Trypanosoma

Frotis finos de sangre capilar o 5-6 mL de sangre anticoagulada

Recolectar sangre capilar o anticoagulada. Frotis en portaobjetos

Usar tinción de Wright o Giemsa.

Se utilizan varias técnicas de concentración para aumentar la sensibilidad cuando se desea detectar triponosomiasis africana.

Filarias

1 mL de sangre anticoagulada; si la primera muestra es negativa, 5–10 mL, concentratados mediante centrifugación o filtración

Wuchereria bancrofti y Brugia malayi: extraer sangre entre las 10 pm y las 2 am.

Loa loa, Dipetalonema perstans y Mansonella ozzardi: extraer sangre entre las 10 am y las 6 pm.

Usar tinción de Wright o Giemsa en forma directa o con concentración previa para aumentar la sensibilidad.

Médula ósea, otros tejidos reticuloendoteliales o líquido cefalorraquídeo (LCR)

Especies de Leishmania

Material aspirado de la médula ósea, el bazo, el hígado o ganglios linfáticos o frotis de la capa leucocitaria

Frotis sobre portaobjetos.

Usar tinción de Wright o Giemsa.

Naegleria

Acanthamoeba

Balamuthia

Líquido cefalorraquídeo fresco

Usar una técnica de recolección aséptica.

Examinar la muestra tan pronto como sea posible.

Examinarla con microscopia óptica o con contraste de fase.

Los parásitos pueden detectarse por sus movimientos, pueden cultivarse o fijarse y teñirse con Giemsa.

Trypanosoma brucei gambiense y rhodesiense

Material aspirado de ganglios linfáticos o chancro

Líquido cefalorraquídeo fresco

Usar una técnica de recolección aséptica.

Usar montajes húmedos y tinción con Giemsa en forma directa o después de la concentración de la muestra por centrifugación.

Aspirado duodenal o biopsia yeyunal

Giardia

Cryptosporidium

Cystoisospora

Cyclospora

Microsporidia

Strongyloides

Material aspirado del duodeno o biopsia yeyunal colocado en un recipiente o un tubo estéril con escasa solución fisiológica o en un portaobjetos con cubreobjetos sobre él

Examinar de inmediato o fijar para su examen histológico.

Pueden ser necesarias varias tinciones para lograr un diagnóstico óptimo (véase más adelante para conocer más detalles).

Biopsia rectal

Schistosoma mansoni

Schistosoma japonicum

Biopsia rectal del pliegue dorsal (válvula de Houston) a alrededor de 9 cm del ano

Fijar para el examen histológico y aplastar un fragmento entre portaobjetos para aumentar la sensibilidad de la detección.

La identificación de la especie se basa en la morfología de los huevos.

Sigmoidoscopia (proctoscopia)

Entamoeba histolytica

Raspado fresco con cureta o cuchara de Volkmann, un fragmento de mucosa que se haya desprendido por la acción de un instrumento quirúrgico o material aspirado de una lesión con una pipeta serológica de 1 mL con una perita de goma en el extremo (los hisopos no obtienen muestras satisfactorias)

Examinar la muestra de inmediato o conservarla para su evaluación posterior.

Las heces deben examinarse en busca del antígeno de E. histolytica, para diferenciar E. histolytica de los microorganismos no patógenos E. dispar y E. moshkovski.

Heces

Entamoeba histolytica

Entamoeba dispar

Entamoeba moshkovski

Otras amebas

3 muestras de heces recién eliminadas recolectadas am en días alternos

Examinar muestras sin formar o diarreicas antes de que transcurran 15 minutos de la deposición

Conservar las heces formadas en el refrigerador hasta su evaluación

Usar montajes húmedos y tinciones permanentes (p. ej., tricrómico) y técnicas de concentración para detectar los quistes.

Deben examinarse las heces en busca del antígeno de adherencia a la lectina de E. histolytica, que es más sensible y puede distinguir a E. histolytica de los microorganismos no patógenos E. dispar, E. moshkovski y otras especies de Entamoeba.

Especies de Giardia

3 muestras de heces recién eliminadas recolectadas en días alternos am

Si la primera serie de 3 muestras es negativa, examinar 3 más 1 semana más tarde.

Obtener material aspirado del duodeno si se considera necesario.

Si no es posible el examen inmediato de las muestras, conservarlas en alcohol polivinílico.

Examinar montajes directos y muestras concentradas para detectar quistes y trofozoítos. Las pruebas para identificar antígenos fecales son más sensibles.

Especies de Cryptosporidium

Varias muestras de heces recién eliminadas recolectadas todos los días o en días alternos

Refrigerar y examinar muestras recién eliminadas, conservarlas en formol amortiguado al 10% o en ácido acético con formol o suspenderlas en dicromato de potasio acuoso al 2,5%.

Manipular con cuidado ya que las muestras frescas y las conservadas en dicromato son infecciosas.

Puede obtenerse material aspirado del duodeno o biopsia del yeyuno si las muestras de heces son negativas.

Examinar montajes húmedos con microscopia óptica convencional, contraste con interferencia diferencial y de inmunofluorescencia.

Teñir las muestras con ácido alcohol modificado o safranina modificada. Los ensayos en busca de antígenos fecales son más sensibles.

Especies de Cystoisospora

Varias muestras de heces recién eliminadas por la mañana todos los días o en días alternos

Las técnicas de concentración aumentan la sensibilidad.

Los ovoquistes pueden observarse en montajes húmedos con microscopia de contraste con interferencia diferencial en luz brillante o epifluorescencia. Las muestras fijadas deben teñirse con ácido alcohol modificado.

Especies de Cyclospora

Varias muestras de heces recién eliminadas recolectadas todos los días o en días alternos

Las muestras deben refrigerarse o conservarse en formol al 10% o dicromato de potasio al 2,5%. Las técnicas de concentración aumentan la sensibilidad.

Examinar montajes húmedos con microscopia óptica convencional, microscopia de contraste con interferencia diferencial de luz brillante y con microscopia de fluorescencia ultravioleta. Los ovoquistes son autofluorescentes bajo luz ultravioleta. Las muestras fijadas pueden teñirse con colorante ácido alcohol modificado o safranina modificada.

Microsporidia

Varias muestras de heces recolectadas todos los días o en días alternos

Pueden requerirse biopsias del intestino delgado si la evaluación de las heces es negativa.

Las muestras teñidas con métodos cromotrópicos son las empleadas con mayor frecuencia. Los agentes quimiofluorescentes como calcoflúor blanco también pueden utilizarse para la identificación rápida de estos microorganismos.

La microscopia electrónica es el método más sensible y se emplea para definir la especie.

Especies de Trichuris

Especies de Ascaris

Anquilostoma

Especies de Strongyloides

Tenias

Duelas

3 muestras de heces recolectadas todos los días (se necesitan hasta 7 para Strongyloides)

Refrigerar la muestra si se considera necesario.

El examen inmediato no es indispensable, pero las larvas de los huevos incubados de anquilostomas en heces antiguas pueden confundirse con las de Strongyloides.

En la infección por Strongyloides, se detectan larvas activas; en el resto, se identifican huevos.

En la infección por Strongyloides, el ensayo en placa de agar es más sensible que el examen de los huevos y el parásito.

Especies de Enterobius

Especies de Taenia

Huevos recolectados del área perianal sobre una tira de celofán

Obtener muestras del área perianal am antes de una deposición o del baño.

Los huevos de Enterobius se observan en ocasiones en muestras de heces, o en muestras de la vagina obtenidas en la prueba de Papanicolaou.

Esputo o material aspirado de las vías respiratorias

Especies de Paragonimus

Esputo reciente

Examinar las muestras tan pronto como sea posible o conservarlas para su examen posterior.

Pueden ser necesarias técnicas de concentración.

Especies de Strongyloides (hiperinfección)

Esputo, cualquier material aspirado, líquido obtenido por lavado broncoalveolar o material de drenaje

Examinar las muestras tan pronto como sea posible o conservarlas para su examen posterior.

Pueden identificarse larvas activas en preparados con montaje húmedo o pueden fijarse y teñirse con Giemsa.

Biopsia pulmonar

Especies de Paragonimus

Biopsia pulmonar abierta

Biopsia percutánea bajo guía fluoroscópica o tomográfica

Recoger y colocar en un recipiente estéril con solución fisiológica estéril.

La biopsia puede permitir la identificación de la especie si se encuentra una duela.

Piel

Onchocerca volvulus

En los pacientes infectados en África, deben usarse cortes de piel del muslo, los glúteos o la cresta ilíaca

En los pacientes infectados en Latinoamérica, deben obtenerse cortes de piel de la cabeza, la escápula o los glúteos

Para obtener los cortes de piel, debe desinfectarse la piel con alcohol, para luego insertar una aguja de diámetro 25 justo debajo de la epidermis, elevarla y desprender un pequeño fragmento de tejido con un bisturí o una hoja de afeitar. También puede usarse una herramienta específica para obtener biopsias en sacabocados esclerocorneales.

No deben provocarse hemorragias.

Deben examinarse muestras suspendidas en solución fisiológica para detectar microfilarias móviles.

Especies de Leishmania

Biopsia del borde de la úlcera o frotis de improntas de los cortes

Buscar amastigotos en improntas de la lesión o la pared de la úlcera.

Usar tinción de Wright o Giemsa en improntas, cortes histológicos y cultivos

Secreciones o biopsia urogenital

Especies de Trichomonas

Hisopado estéril de la vagina, la uretra o secreciones prostáticas colocado en un tubo con una pequeña cantidad de solución fisiológica estéril

Indicarle a la paciente que no se duche entre 3 y 4 días antes de la recolección de la muestra.

Enviar la muestra al laboratorio tan pronto como sea posible.

La identificación de microorganismos móviles en montaje húmedo es el método más rápido. El ADF en busca de parásitos es más sensible y el cultivo es el método más sensible, pero tarda entre 3 y 7 días.

Schistosoma haematobium, en ocasiones S. japonicum

Orina recién emitida o biopsia del área circundante al trígono

El horario recomendado para la recolección de la orina es entre el mediodía y las 3 pm.

Usar montaje húmedo, concentrar las muestras por centrifugación.

BAL = lavado broncoalveolar; AFD = anticuerpo fluorescente directo; UV = ultravioleta.

Basado en Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern de los CDC (www.cdc.gov/dpdx/).

Parásitos del tubo digestivo

Varios estadios de protozoos y helmintos que infectan el tubo digestivo se eliminan típicamente a través de las heces. La detección sistemática requiere el examen de las muestras de heces, de ser posible 3 muestras recolectadas en diferentes días, porque la eliminación puede ser esporádica. Hay algunas pruebas relativamente sensibles y específicas para detectar los antígenos de algunos parásitos en las heces.

La smuestras de heces recién eliminadas no contaminadas con orina, agua, suciedad ni desinfectantes deben enviarse al laboratorio dentro de la hora siguiente a la emisión; las heces no formadas o acuosas tienen más probabilidades de contener trofozoítos móviles. Si no se examinan de inmediato, las heces deben refrigerarse, pero no congelarse. Algunas porciones de las heces recién eliminadas también deben emulsificarse en fijadores para conservar los protozoos gastrointestinales. Pueden usarse técnicas de conservación para aumentar la sensibilidad de la muestra. Se puede aplicar una cinta de celofán en el área anal u obtener un hisopado anal para recoger los huevos de oxiuros o tenias. Si se sospecha estrongiloidiasis, debe realizarse un frotis de heces recién eliminadas en una placa de agar e incubarlo para identificar los trayectos de las larvas migratorias. Los antibióticos, el material de contraste radiológico, los laxantes y los antiácidos pueden comprometer la detección de los huevos y los parásitos durante varias semanas. Los ensayos serológicos, las pruebas de detección de antígenos en materia fecal (p. ej., para Giardia intestinalis, especies de Cryptosporidium o Entamoeba histolytica) o la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) pueden contribuir al diagnóstico (ver Pruebas serológicas y moleculares para detectar infecciones parasitarias). La sensibilidad de los exámenes de heces para detectar huevos y parásitos es tan baja que cuando el médico considera con intensidad la posibilidad de esta infección, puede iniciar el tratamiento empírico.

Debe considerarse la indicación de sigmoidoscopia o colonoscopia en pacientes con síntomas digestivos persistentes cuando los exámenes habituales en heces son negativos y se cree firmemente en la posibilidad de una amebiasis. Las muestras obtenidas con sigmoidoscopia deben tomarse con cureta o cucharilla (los hisopos no son adecuados) y procesarse de inmediato para su evaluación microscópica. Puede requerirse material aspirado del duodeno o biopsia del intestino delgado para el diagnóstico de ciertas infecciones como criptosporidiosis y microsporidiosis.

Pruebas serológicas para detectar infecciones parasitarias

Algunos parásitos pueden detectarse con pruebas serológicas (ver Pruebas serológicas y moleculares para detectar infecciones parasitarias).

Pruebas serológicas y moleculares para detectar infecciones parasitarias

Infección

Anticuerpo

Antígeno o DNA/RNA

Protozoos

Tripanosomiasis africana (occidental)

CATT

Amebiasis

EIA

EIA, PCR

Babesiosis

IFA

PCR

Enfermedad de Chagas

IFA, EIA

PCR

Criptosporidiosis

EIA, AFD, PCR

Ciclosporiasis

PCR

Giardiasis

EIA, AFD, PCR

Leishmaniasis

IFA, EIA (para leishmaniasis visceral)

PCR

Paludismo

IFA

PCR, ICG

Microsporidiosis

MET, PCR, IFI

Toxoplasmosis

IFA, EIA (IgG e IgM)

PCR

Nematelmintos

Filariasis

EIA, PCR

Estrongiloidiasis

EIA

PCR

Triquinelosis

EIA

Toxocariasis

EIA

Duelas

Paragonimiasis

IB, EIA

Esquistosomiasis

FAST-ELISA, IT

Tenias

Cisticercosis

IT, EIA

Equinococosis

EIA, IHA, IFA, IT

CATT = prueba de aglutinación en tarjeta para tripanosomiasis Trypanosoma brucei gambiense; CDC = Centros para el Control y Prevención de las Enfermedades; AFD = anticuerpo fluorescente directo; EIA = enzimoinmunoensayo; FAST-ELISA = ensayo de inmunoadsorción ligado a enzimas de Falcon; IT = inmunotransferencia; ICG = prueba inmunocromatográfica para detectar especies de Plasmodium y P. falciparum; IFA = prueba para anticuerpo fluorescente indirecto; IHA = hemaglutinación indirecta; IFI = inmunofluorescencia indirecta; PCR = reacción en cadena de la polimerasa; MET = microscopia electrónica de transmisión.

NotA: Algunos equipos para la detección de antígenos y parásitos están a la venta, mientras que otros se consiguen a través de los CDC u otros laboratorios de referencia. Se dispone de pruebas moleculares (p. ej., PCR) para DNA de diversos parásitos en laboratorios de referencia o de investigación, pero no en la mayoría de los laboratorios de diagnóstico generales.

Basado en Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern (Identicación de Parásitos Importantes para la Salud Pública en Pruebas de Laboratorio) de los CDC (www.dpd.cdc.gov/dpdx).

Tratamiento

Puede pedirse asesoramiento para tratar a pacientes con infecciones parasitarias en centros médicos grandes y oficinas de salud pública, y también en clínicas de viajeros, libros de texto sobre enfermedades infecciosas y tropicales y su síntesis en The Medical Letter on Drugs and Therapeutics . Los fármacos que pueden indicarse en infecciones parasitarias inusuales deben investigarse en el laboratorio respectivo o en CDC Drug Service.

Prevención

A pesar de la inversión y la investigación significativa, aún no se desarrollaron vacunas para prevenir las infecciones parasitarias humanas; sin embargo, los estudios con una nueva vacuna contra la malaria indican que podría reducir levemente, aunque no eliminar, el riesgo de infección. La prevención se basa en estrategias para evitar el contagio.

La transmisión de la mayoría de los parásitos intestinales puede prevenirse mediante

  • La eliminación higiénica de las heces

  • La cocción adecuada de los alimentos

  • La provisión de agua purificada

Para el viajero internacional, el mejor consejo es “cocínalo, hiérvelo, pélalo u olvídalo”. Cuando se cumplen estas medidas, se reduce aunque no se elimina el riesgo de desarrollar infecciones parasitarias intestinales y gastroenteritis viral. La carne, en particular de cerdo, y el pescado, sobre todo de agua dulce, deben cocinarse bien antes de consumirse. Otra medida de seguridad consiste en eliminar las cajas para desechos de gatos de las áreas donde se preparan los alimentos para prevenir la toxoplasmosis. No se debe nadar en lagos, lagunas o ríos donde la esquistosomiasis es endémica ni caminar con los pies descalzos o sentarse desnudo en zonas donde puedan hallarse anquilostomas.

El riesgo de contraer paludismo y muchas otras enfermedades transmitidas por vectores puede reducirse si se visten prendas con mangas largas y pantalones largos y se aplican repelentes de insectos con dietiltoluamida (DEET) en la piel expuesta y permetrina en las prendas (ver Paludismo : Prevención). Los mosquiteros en las ventanas, el aire acondicionado y los mosquiteros impregnados en permetrina u otros insecticidas proporcionan una protección adicional. Asimismo, los viajeros a áreas endémicas deben recibir fármacos antipalúdicos profilácticos.

Los individuos que viajan a zonas rurales de Latinoamérica no deben dormir en casas de adobe donde las vinchucas pueden transmitir la enfermedad de Chagas (ver Enfermedad de Chagas : Prevención). En África, los viajeros deben evitar las ropas de colores brillantes y vestir camisas y pantalones largos para prevenir la picadura de la mosca tsetsé en las regiones africanas donde puede contraerse la enfermedad del sueño (ver Tripanosomiasis africana : Prevención).

Pueden obtenerse recomendaciones específicas para viajes a diversos países en el sitio web de los CDC (http://wwwnc.cdc.gov/travel/) y en CDC Health Information for International Travel 2010.

Recursos en este artículo