Recolección y manipulación de las muestras para el diagnóstico microscópico de las infecciones parasitarias
Parásito | Muestra óptima | Detalles de la recolección | Comentarios |
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Sangre | |||
Especies de Plasmodium | Frotis grueso y fino de sangre capilar (es decir, punción digital o del lóbulo de la oreja con una lanceta desechables) o 5-10 mL de sangre fresca anticoagulada (de ser posible en tubos que contengan EDTA) | Obtener varias muestras durante la enfermedad aguda. Preparar los frotis con sangre capilar o sangre anticoagulada dentro de las 3 horas siguientes a la recolección. | Usar tinción de Wright o Giemsa. Confirmar que los portaobjetos estén limpios. |
Especies de Babesia | Frotis de sangre gruesa y delgada como para la especie Plasmodium | Obtener de la misma manera que para las especies de Plasmodium. | Usar tinción de Wright o Giemsa. La morfología es similar a la de las formas anulares de las especies de Plasmodium, aunque sin pigmento ni granulocitos. Las tétradas confirman el diagnóstico de las especies de Babesia, pero son infrecuentes. Los frotis de sangre de tipo gota gruesa pueden ser difíciles de interpretar y deben ser analizados solo por un microscopista experimentado. En un frotis de sangre puede observarse un patrón en "cruz de malta". |
Filarias | Muestras de gota gruesa y fina a partir de 1 mL de sangre anticoagulada; si la primera muestra es negativa, obtener 5–10 mL, concentrados mediante centrifugación o filtración. | Microfilarias de Wuchereria bancrofti y Brugia malayi: extraer sangre entre las 10 de la noche y las 2 de la mañana. Microfilarias de Loa loa, Dipetalonema perstans, y Mansonella ozzardi: extraer sangre entre las 10 de la mañana y las 6 de la noche. Las filarias exhiben periodicidad diurna, y las muestras deben obtenerse dentro de períodos específicos para optimizar el rendimiento. | Use tinción de Giemsa o hematoxilina-eosina directamente o, para mayor sensibilidad, después de la concentración en formalina al 2% (técnica de Knott) o después de la filtración a través de una membrana de nucleoporo. |
Especies de Trypanosoma | Frotis finos de sangre capilar o 5-6 mL de sangre anticoagulada | Recolectar sangre capilar o anticoagulada. Frotis en portaobjetos. | Se utilizan varias técnicas de concentración para aumentar la sensibilidad. Los tripanosomas móviles se observan en preparaciones húmedas; la tinción de Giemsa (o Field) se usa para identificarlos en preparaciones fijadas. |
Médula ósea, otros tejidos reticuloendoteliales o líquido cefalorraquídeo | |||
Especies de Leishmania (leishmaniasis visceral) | Material aspirado de la médula ósea, el bazo, el hígado o ganglios linfáticos o frotis de la capa leucocitaria | Frotis en portaobjetos. | Use tinción de Giemsa, Wright-Giemsa o hematoxilina-eosina. |
Naegleria Acanthamoeba Balamuthia | Líquido cefalorraquídeo fresco | Usar una técnica de recolección aséptica. Examinar la muestra tan pronto como sea posible. | Examinarla con microscopia óptica o con contraste de fase. Los parásitos pueden detectarse por sus movimientos, pueden fijarse y teñirse con Giemsa y cultivarse. |
Trypanosoma brucei rhodesiense Trypanosoma brucei gambiense | Material aspirado de ganglios linfáticos o chancro Líquido cefalorraquídeo fresco | Usar una técnica de recolección aséptica. | Usar preparados húmedos* para identificar parásitos móviles o fijar y teñir con Giemsa o tinción de Field antes o después de la concentración de la muestra por centrifugación. |
Aspirado duodenal o biopsia yeyunal | |||
Especies de Giardia Especies de Cryptosporidium Especies de Cystoisospora Especies de Cyclospora Microsporidia Especies de Strongyloides | Aspirado duodenal o muestra de biopsia yeyunal durante endoscopia | Examinar los aspirados de inmediato o fijarlos y teñirlos. Haga un examen histopatológico de las muestras de biopsia. | La identificación de huevos o larvas de Strongyloides requiere un preparado húmedo. Pueden usarse varias tinciones para arribar al diagnóstico (véase Heces más adelante para conocer más detalles). La microscopia electrónica de transmisión ha sido el método principal para la detección y la identificación de especies de microsporidios. |
Biopsia rectal | |||
Schistosoma mansoni Schistosoma japonicum | Biopsia rectal del pliegue dorsal (válvula de Houston) a alrededor de 9 cm del ano | Fijar para el examen histológico y aplastar un fragmento entre portaobjetos para aumentar la sensibilidad de la detección. | La identificación de la especie se basa en la morfología de los huevos. |
Sigmoidoscopia (proctoscopia) | |||
Entamoeba histolytica | Raspados frescos con una cureta o cuchara de Volkmann, biopsia de mucosa o aspirado de una lesión mediante una pipeta de 1 mL con perilla de goma (los hisopos con punta de algodón no son satisfactorios) | Examinar la muestra de inmediato o después de su fijación y coloración. | Usar preparados húmedos o preparados fijados y teñidos (p. ej., con tricrómico) para detectar los trofozoítos y los quistes. Las heces deben analizarse para detectar el antígeno o el ADN de E. histolytica; estas pruebas son más sensibles y pueden diferenciar E. histolytica de E. dispar y otras amebas no patógenas. |
Heces | |||
Especies de Cryptosporidium | Examen de huevos y parásitos en materia fecal en varias heces recién eliminadas (≥ 3) recogidas diariamente o en días alternos | Refrigerar y examinar muestras recién eliminadas, conservarlas en formol u otro fijador. Manipular con cuidado ya que las muestras frescas y las conservadas en dicromato son infecciosas. El aspirado duodenal o la biopsia pueden ser diagnósticos. | Examinar preparados húmedos con microscopia óptica convencional, contraste con interferencia diferencial y de inmunofluorescencia. Colorear las muestras con a tinción de ácido alcohol modificada o de safranina modificada. Las pruebas para identificar antígenos o ADN en materia fecal son más sensibles. |
Especies de Cyclospora | Examen de huevos y parásitos en heces en múltiples muestras de heces frescas recogidas diariamente o cada dos días | Las muestras deben refrigerarse y examinarse en fresco o congeladas, o conservarse en formol al 10% o dicromato de potasio al 2,5%. Diferentes pruebas de laboratorio requieren distintas técnicas de preservación. Las técnicas de concentración aumentan la sensibilidad. | Examinar preparados húmedos con microscopia óptica convencional, microscopia de contraste con interferencia diferencial de luz brillante y con microscopia de fluorescencia ultravioleta. Los oocistos son autofluorescentes bajo luz ultravioleta. Las muestras fijadas pueden teñirse con colorante ácido alcohol modificado o safranina modificada. Un ensayo de esporulación puede diferenciar Cyclospora de algas azul-verdes. Las pruebas para identificar ADN en las heces son más específicas y más sensibles. |
Especies de Cystoisospora | Examen de huevos y parásitos en heces en múltiples muestras de heces frescas recogidas diariamente o cada dos días | Examen en fresco o conservación en formalina u otro fijador. Las técnicas de concentración aumentan la sensibilidad. | Los oocistos pueden observarse en preparados húmedoss con microscopia de contraste con interferencia diferencial en luz brillante o epifluorescencia. Las muestras fijadas deben teñirse con ácido alcohol modificado. Cuando las heces son negativas, el examen de aspirado duodenal o una muestra de biopsia puede ser diagnóstica. |
Entamoeba dispar Entamoeba histolytica Otras amebas | Se recolectan varias muestras de heces recién eliminadas por la mañana | Examinar muestras sin formar o diarreicas antes de que transcurran 15 minutos de la deposición. Conservar las heces formadas en el refrigerador hasta su evaluación. Conservar en formalina u otro fijador. | Usar preparados húmedos y tinciones permanentes (p. ej., tricrómico) y técnicas de concentración para detectar los quistes. Deben examinarse las heces en busca del antígeno específico o ADN de E. histolytica, que es más sensible y puede distinguir a E. histolytica de E. dispar y otras amebas no patógenas. |
Especies de Enterobius | Huevos recolectados del área perianal sobre una tira de celofán y colocados en un portaobjetos Examen de huevos y parásitos en heces en múltiples muestras de heces frescas recogidas diariamente o cada dos días | Se recolectan muestras del área perianal por la mañana antes de una deposición o del baño. | Los huevos de Enterobius en ocasiones se observan en una muestra de heces o en una muestra cervical o vaginal (p. ej. como hallazgo incidental en una prueba de Papanicolaou [Pap test]). Se pueden observar gusanos adultos durante el examen de la región perianal o la vagina. |
Especies de Giardia | Múltiples muestras de heces recién eliminadas (≥ 3) recolectadas en días alternos por la mañana Aspirados duodenales obtenidos mediante endoscopia gastrointestinal alta para detectar trofozoítos | Examen en fresco o conservación en formalina u otro fijador. | Examinar muestras directos y concentradas. Los quistes generalmente se observan en preparados húmedos y los trofozoítos se observan en portaobjetos fijados con tricrómico. Las pruebas para identificar antígenos o ADN en materia fecal son más sensibles. |
Microsporidia | Varias muestras de heces recolectadas todos los días o en días alternos | Pueden requerirse biopsias del intestino delgado si la evaluación de las heces es negativa. | Las muestras teñidas con métodos cromotrópicos son las empleadas con mayor frecuencia. Los agentes quimiofluorescentes como calcoflúor blanco también pueden utilizarse para la identificación rápida de estos microorganismos. La microscopia electrónica es el método más sensible y se emplea para definir la especie. Existen ensayos de ADN en heces o tejidos para algunas especies. |
Cestodos (tenias) Nematodos (gusanos redondos) Ascaris Anquilostoma Strongyloides Trichuris Trematodos (duelas) Otros | Múltiples muestras de heces recolectadas todos los días (se necesitan hasta 7 para Strongyloides) | Refrigere la muestra y examínela en fresco (sin fijar), o fíjela en formol al 10% y concéntrela mediante sedimentación con acetato de etilo. | En la infección por Strongyloides, se detectan larvas activas; en el resto de las helmintiasis intestinales, se identifican huevos. Si las heces se mantienen a temperatura ambiente, los huevos del anquilostoma pueden eclosionar, liberando larvas que deben diferenciarse de las larvas de Strongyloides. Cuando se sospecha Strongyloides y el examen directo es negativo, se debe realizar ≥ 1 de las siguientes pruebas especializadas en heces:
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Esputo o material aspirado de las vías respiratorias | |||
Especies de Paragonimus | Esputo reciente | Examinar las muestras tan pronto como sea posible o conservarlas para su examen posterior. | Pueden ser necesarias técnicas de concentración. En ocasiones hay huevos en el líquido pleural. |
Especies de Strongyloides (hiperinfección) | Esputo, cualquier material aspirado, líquido obtenido por lavado broncoalveolar o material de drenaje | Examinar las muestras tan pronto como sea posible o conservarlas para su examen posterior. | Pueden identificarse larvas activas en preparados húmedos o pueden fijarse y teñirse con Giemsa. |
Biopsia de pulmón | |||
Especies de Paragonimus | Biopsia pulmonar a cielo abierto o percutánea bajo guía fluoroscópica o tomográfica | Recoger y colocar en un recipiente estéril con solución fisiológica estéril. Preparación y tinción con Giemsa o hematoxilina-eosina. | Se pueden identificar huevos y trematodos adultos. |
Piel | |||
Especies de Leishmania (leishmaniasis cutánea) | Biopsia de un área no ulcerada de la lesión e improntas citológicas o raspados | Búsqueda de amastigotes en preparaciones por impronta o frotis teñidos con Giemsa y en muestras de biopsia teñidas con hematoxilina-eosina. | Los amastigotes de LeishmaniaLson morfológicamente indistinguibles de los de Trypanosoma cruzi. Leishmania puede cultivarse a partir de biopsias de piel, pero el crecimiento in vitro puede llevar semanas. Existen ensayos moleculares para ADN de Leishmania. |
Onchocerca volvulus | Para los pacientes infectados en África: tomas de muestra de piel del muslo, los glúteos o la cresta ilíaca. Para los pacientes infectados en Latinoamérica: tomas de muestra de piel de la cabeza, la escápula o los glúteos. | Para cortar la piel, esta se desinfecta con alcohol, se inserta una aguja de diámetro 25 justo debajo de la epidermis, se levanta y se corte un pequeño trozo de tejido con un bisturí o una hoja de afeitar, o se usa una herramienta de biopsia por punción esclerocorneal. No deben provocarse hemorragias. Examen en fresco, o fijación en metanol y tinción con Giemsa o hematoxilina-eosina. | Deben examinarse muestras suspendidas en solución fisiológica para detectar microfilarias móviles que migran de la lesión en la piel. Las microfilarias pueden observarse en los cortes de tejidos. |
Secreciones o biopsia urogenital | |||
Schistosoma haematobium, en ocasiones S. japonicum | Orina recién emitida o biopsia vesical, en particular del área circundante al trígono | El horario recomendado para la recolección de la orina es entre el mediodía y las 3 de la tarde. La centrifugación aumenta la probabilidad de detección. | Los huevos se pueden identificar en preparados húmedos de orina o en muestras de biopsia de la vejiga. |
Trichomonas vaginalis | Hisopados de secreciones vaginales, cervicales, uretrales o prostáticas colocados en un tubo con una pequeña cantidad de solución fisiológica estéril | Examinar las muestras de montaje húmedo dentro de 10–15 minutos de la recolección de las secreciones vaginales porque las tricomonas se vuelven menos móviles con el tiempo. | La identificación de microorganismos móviles en preparados húmedos es el método más rápido, pero es menos sensible. El cultivo es más sensible pero tarda 5–7 días y requiere incubación. También están disponibles pruebas de amplificación de ácidos nucleicos altamente sensibles y específicas realizadas en muestras vaginales, cervicales, uretrales y de orina. |
LBA = lavado broncoalveolar; EDTA = ácido etilendiaminotetraacético UV = ultravioleta. *Un montaje húmedo es una técnica de laboratorio que involucra colocar una muestra en un portaobjetos con una gota de líquido y un cubreobjetos para facilitar el examen microscópico e identificar parásitos. | |||
Basado en CDC: Laboratory Identification of Parasitic Diseases of Public Health Concern, que aporta instrucciones detalladas. | |||