Los parásitos que afectan a los seres humanos son organismos que viven sobre o en una persona y obtienen los nutrientes de ella (su huésped).
Hay 3 tipos de parásitos:
Microorganismos unicelulares (protozoos y microsporidios)
Helmintos multicelulares (gusanos, incluidos nematodos, cestodos y trematodos)
Ectoparásitos (p. ej., sarna, piojos)
Las infecciones parasitarias debidas a protozoos y helmintos son responsables de una elevada tasa de morbimortalidad en todo el mundo (1). Las infecciones parasitarias son frecuentes en América Central y del Sur, África y Asia. Son mucho menos comunes en Australia, Canadá, Europa, Japón, Nueva Zelanda y los Estados Unidos. por mucho, el mayor impacto se observa en residentes de áreas tropicales con recursos limitados y saneamiento deficiente. Sin embargo, las infecciones parasitarias se desarrollan en países de altos recursos y con saneamiento adecuado a través de inmigrantes y viajeros que regresan de regiones endémicas y, en ocasiones, a través de residentes que no han viajado, particularmente aquellos con infección por VIH (Virus de Inmunodeficiencia Humana) u otras condiciones que causan inmunodeficiencia.
Algunos parásitos se han adaptado a vivir en la luz del intestino o de la vagina donde las condiciones son anaerobias; otros residen en la sangre o en tejidos de varios órganos donde las condiciones son aerobias.
Muchas infecciones parasitarias intestinales se propagan a través de la ruta fecal-oral (ingestión de alimentos o agua contaminados por heces). Sobre todo esto ocurre en áreas donde las condiciones higiénico-sanitarias no son adecuadas. Algunos parásitos, como los anquilostomas, pueden ingresar en la piel durante el contacto con material sucio contaminado o, en el caso de los esquistosomas, con agua dulce contaminada. Algunas infecciones parasitarias, como la malaria, se transmiten por vectores artrópodos, y otras, como la tricomoniasis, son de transmisión sexual. Rara vez los parásitos se transmiten por transfusiones de sangre o agujas compartidas o congénitamente de la madre embarazada al feto.
Algunos parásitos son endémicos en los Estados Unidos y otros países de altos recursos. Los ejemplos incluyen Trichomonas vaginalis, Toxoplasma gondii y parásitos entéricos como Giardia intestinalis (también conocido como G. duodenalis o G. lamblia), especies de Cryptosporidium y Enterobius vermicularis (oxiuro) (2).
Las características de las infecciones por protozoos, microsporidios, helmintos y ectoparásitos varían de manera importante.
Protozoos
Los protozoos son microorganismos unicelulares que se multiplican por división binaria simple (véase Generalidades sobre las amebas libres y Generalidades sobre las infecciones por protozoos intestinales y microsporidios). Los protozoos pueden multiplicarse en sus huéspedes humanos y el aumento de su carga provoca una infección incontenible.
Salvo raras excepciones, como las especies Isospora, las infecciones protozoarias no producen eosinofilia.
Microsporidia
Microsporidia son microorganismos intracelulares formadores de esporas que solían clasificarse como protozoos, pero el análisis genético indica que son hongos o están estrechamente relacionados con ellos.
La enfermedad humana se limita principalmente a personas que tienen infección por HIV u otra condición inmunosupresora.
Las manifestaciones clínicas dependen de las especies infecciosas e incluyen gastroenteritis, afectación de los ojos o infección diseminada.
Helmintos
Los helmintos son multicelulares y tienen sistemas de órganos complejos.
A su vez, pueden dividirse en
Gusanos redondos (nematodos)
Gusanos planos (platelmintos), que incluyen las tenias (cestodos) y las duelas (trematodos)
A diferencia de los protozoos, los helmintos generalmente no se multiplican en los seres humanos, pero pueden desencadenar reacciones eosinofílicas cuando migran a través de los tejidos. La mayoría de los helmintos desarrollan ciclos vitales complejos con parte de su vida fuera del huésped humano. Unos pocos, entre ellos el Strongyloides stercoralis , la Capillaria philippinensis y el Hymenolepis nana , pueden aumentar su carga por autoinfección (los descendientes reinfectan al mismo huésped en lugar de contagiar a otro). En la estrongiloidiasis, la autoinfección puede provocar hiperinfecciones diseminadas peligrosas para la vida en individuos inmunodeficientes, en particular en los que toman corticoesteroides (porque matan los eosinófilos, que están directamente involucrados en las respuestas inmunitarias antihelmínticas) u otros inmunodepresores, o en receptores de trasplante de células madre hematopoyéticas.
La gravedad de las infecciones helmínticas suele correlacionarse con la carga de parásitos, pero hay excepciones, por ejemplo, cuando un solo gusano adulto Ascaris causa pancreatitis aguda que amenaza la vida al migrar hacia el conducto pancreático y obstruirlo. La carga de parásitos depende del grado de exposición ambiental, ciertos factores relacionados con el parásito y las respuestas inmunitarias del huésped. Si una persona infectada se aleja de un área endémica, el número de gusanos adultos disminuye con el tiempo debido a la falta de re-exposición frecuente. Algunos pocos helmintos (p. ej., Clonorchis sinensis) pueden sobrevivir varias décadas en los seres humanos, pero la mayoría tiene una vida media de unos pocos años o menos.
Los nematodos son helmintos cilíndricos no segmentados que miden entre 1 mm y 1 m de longitud. Estos parásitos tienen una cavidad corporal que los distingue de los gusanos planos y las duelas. En cada especie, diferentes estadios del ciclo vital pueden infectar a los seres humanos. Hay cientos de millones de seres humanos infectados por nematodos que viven en los intestinos y son transmitidos por huevos o larvas en las heces; los más comunes son Ascaris (ascariasis), Enterobius vermicularis (oxiuros), anquilostomas, Trichuris (trichuriasis) y Strongyloides (estrongiloidiasis).
Los cestodos (tenias adultas) en su forma adulta son gusanos planos multisegmentados que carecen de un tubo digestivo y absorben los nutrientes directamente del intestino delgado del huésped. En el tubo digestivo del huésped, las tenias adultas pueden crecer mucho; hasta 40 m para una especie. Las tenias que infectan a los humanos son Diphyllobothrium latum (tenia del pescado), Taenia saginata (tenia de la carne) y Taenia solium (tenia del cerdo).
Los trematodos (duelas) son gusanos planos no segmentados que infectan los vasos sanguíneos, os pulmones, el hígado o el tubo digestivo. Por lo general, no tienen más de unos pocos centímetros de longitud; sin embargo, algunos tienen solo 1 mm, y algunos son tan largos como 7 cm. En los seres humanos, la mayoría de las infecciones por trematodos son causadas por especies de Schistosoma (esquistosomiasis), trematodos hepáticos como Fasciola hepatica (fascioliasis) y Clonorchis sinensis (clonorquiasis), además de trematodos pulmonares como ciertas especies de Paragonimus (paragonimiasis).
Ectoparásitos
Los ectoparásitos son organismos que viven en la superficie externa de un huésped y se alimentan de sus tejidos o líquidos corporales. Producen huevos y los depositan sobre o en la piel del huésped. Los ectoparásitos incluyen piojos, garrapatas, ácaros, chinches y pulgas.
Los piojos, incluyendo los piojos de la cabeza (Pediculus humanus var. capitis), los piojos del cuerpo (P. humanus var. corporis), y los piojos púbicos (Phthirus pubis), se alimentan de sangre. Por lo general son asintomáticos, pero pueden causar prurito; son muy contagiosos.
Las garrapatas se alimentan de sangre y transmiten varias enfermedades, como la enfermedad de Lyme (especies de Borrelia, especies de Ixodes) y la fiebre maculosa de las Montañas Rocosas (Rickettsia rickettsii).
Los ácaros son insectos diminutos que se alimentan de células muertas de la piel. Pueden causar infestaciones cutáneas, como la sarna (Sarcoptes scabiei) o la demodicosis (ácaros de Demodex). Debido a su preferencia por ambientes húmedos y cálidos, a menudo se encuentran en interiores, especialmente en dormitorios y otras habitaciones con alfombras. Están principalmente implicados en exacerbar la rinoconjuntivitis alérgica y el asma en personas sensibilizadas. Los ácaros del polvo pueden causar hipersensibilidad pulmonar.
Las chinches (Cimex lectularis y C. hemipterus) son pequeños ectoparásitos que se alimentan exclusivamente de sangre y viven en las superficies externas de huéspedes humanos y animales. Se han convertido en ectoparásitos humanos generalizados a nivel mundial, atribuido en gran medida al aumento de los viajes internacionales y al desarrollo de resistencia a insecticidas. Las chinches usan varias señales, incluyendo calor, dióxido de carbono y olores corporales, para localizar a sus huéspedes principales, los humanos.
Las pulgas se alimentan de sangre y causan dermatitis e infecciones bacterianas secundarias. También sirven como vectores que transmiten infecciones, incluyendo enfermedad por arañazo de gato (Bartonella henselae), tifus transmitido por pulgas (Rickettsia typhi), y peste (Yersinia pestis). Las picaduras de pulgas pueden causar picazón y reacciones alérgicas.
Los ectoparásitos usualmente experimentan un ciclo de vida que incluye etapas de huevo, larva y adulto. Sus ciclos de vida pueden variar ampliamente; algunos ectoparásitos se reproducen con rapidez y afectando a los huéspedes en un período corto. Usualmente se transmiten a través del contacto directo con un huésped infectado o a través del ambiente (p. ej., las pulgas y los piojos tienden a propagarse fácilmente en condiciones de vida hacinadas, las garrapatas pueden adherirse a un huésped que camina por hierba o áreas boscosas).
Referencias generales
1. Torgerson PR, Devleesschauwer B, Praet N, et al. World Health Organization Estimates of the Global and Regional Disease Burden of 11 Foodborne Parasitic Diseases, 2010: A Data Synthesis. PLoS Med. 2015;12(12):e1001920. Published 2015 Dec 3. doi:10.1371/journal.pmed.1001920
2. Pyzocha N, Cuda A. Common Intestinal Parasites. Am Fam Physician. 2023;108(5):487-493.
Diagnóstico de las infecciones parasitarias
Examen microscópico
Pruebas de antígeno y ADN
Los métodos usados para diagnosticar las enfermedades parasitarias especificas se reseñan en la tabla Recolección y manipulación de las muestras para el diagnóstico microscópico de las infecciones parasitarias.
Recolección y manipulación de las muestras para el diagnóstico microscópico de las infecciones parasitarias
Parásito | Muestra óptima | Detalles de la recolección | Comentarios |
|---|---|---|---|
Sangre | |||
Especies de Plasmodium | Frotis grueso y fino de sangre capilar (es decir, punción digital o del lóbulo de la oreja con una lanceta desechables) o 5-10 mL de sangre fresca anticoagulada (de ser posible en tubos que contengan EDTA) | Obtener varias muestras durante la enfermedad aguda. Preparar los frotis con sangre capilar o sangre anticoagulada dentro de las 3 horas siguientes a la recolección. | Usar tinción de Wright o Giemsa. Confirmar que los portaobjetos estén limpios. |
Especies de Babesia | Frotis de sangre gruesa y delgada como para la especie Plasmodium | Obtener de la misma manera que para las especies de Plasmodium. | Usar tinción de Wright o Giemsa. La morfología es similar a la de las formas anulares de las especies de Plasmodium, aunque sin pigmento ni granulocitos. Las tétradas confirman el diagnóstico de las especies de Babesia, pero son infrecuentes. Los frotis de sangre de tipo gota gruesa pueden ser difíciles de interpretar y deben ser analizados solo por un microscopista experimentado. En un frotis de sangre puede observarse un patrón en "cruz de malta" . |
Filarias | Muestras de gota gruesa y fina a partir de 1 mL de sangre anticoagulada; si la primera muestra es negativa, obtener 5–10 mL, concentrados mediante centrifugación o filtración. | Microfilarias de Wuchereria bancrofti y Brugia malayi: extraer sangre entre las 10 de la noche y las 2 de la mañana. Microfilarias de Loa loa, Dipetalonema perstans, y Mansonella ozzardi: extraer sangre entre las 10 de la mañana y las 6 de la noche. Las filarias exhiben periodicidad diurna, y las muestras deben obtenerse dentro de períodos específicos para optimizar el rendimiento. | Use tinción de Giemsa o hematoxilina-eosina directamente o, para mayor sensibilidad, después de la concentración en formalina al 2% (técnica de Knott) o después de la filtración a través de una membrana de nucleoporo. |
Especies de Trypanosoma | Frotis finos de sangre capilar o 5-6 mL de sangre anticoagulada | Recolectar sangre capilar o anticoagulada. Frotis en portaobjetos. | Se utilizan varias técnicas de concentración para aumentar la sensibilidad. Los tripanosomas móviles se observan en preparaciones húmedas; la tinción de Giemsa (o Field) se usa para identificarlos en preparaciones fijadas. |
Médula ósea, otros tejidos reticuloendoteliales o líquido cefalorraquídeo | |||
Especies de Leishmania (leishmaniasis visceral) | Material aspirado de la médula ósea, el bazo, el hígado o ganglios linfáticos o frotis de la capa leucocitaria | Frotis en portaobjetos. | Use tinción de Giemsa, Wright-Giemsa o hematoxilina-eosina. |
Naegleria Acanthamoeba Balamuthia | Líquido cefalorraquídeo fresco | Usar una técnica de recolección aséptica. Examinar la muestra tan pronto como sea posible. | Examinarla con microscopia óptica o con contraste de fase. Los parásitos pueden detectarse por sus movimientos, pueden fijarse y teñirse con Giemsa y cultivarse. |
Trypanosoma brucei rhodesiense Trypanosoma brucei gambiense | Material aspirado de ganglios linfáticos o chancro Líquido cefalorraquídeo fresco | Usar una técnica de recolección aséptica. | Usar preparados húmedos* para identificar parásitos móviles o fijar y teñir con Giemsa o tinción de Field antes o después de la concentración de la muestra por centrifugación. |
Aspirado duodenal o biopsia yeyunal | |||
Especies de Giardia Especies de Cryptosporidium Especies de Cystoisospora Especies de Cyclospora Microsporidia Especies de Strongyloides | Aspirado duodenal o muestra de biopsia yeyunal durante endoscopia | Examinar los aspirados de inmediato o fijarlos y teñirlos. Haga un examen histopatológico de las muestras de biopsia. | La identificación de huevos o larvas de Strongyloides requiere un preparado húmedo. Pueden usarse varias tinciones para arribar al diagnóstico (véase Heces más adelante para conocer más detalles). La microscopia electrónica de transmisión ha sido el método principal para la detección y la identificación de especies de microsporidios. |
Biopsia rectal | |||
Schistosoma mansoni Schistosoma japonicum | Biopsia rectal del pliegue dorsal (válvula de Houston) a alrededor de 9 cm del ano | Fijar para el examen histológico y aplastar un fragmento entre portaobjetos para aumentar la sensibilidad de la detección. | La identificación de la especie se basa en la morfología de los huevos. |
Sigmoidoscopia (proctoscopia) | |||
Entamoeba histolytica | Raspados frescos con una cureta o cuchara de Volkmann, biopsia de mucosa o aspirado de una lesión mediante una pipeta de 1 mL con perilla de goma (los hisopos con punta de algodón no son satisfactorios) | Examinar la muestra de inmediato o después de su fijación y coloración. | Usar preparados húmedos o preparados fijados y teñidos (p. ej., con tricrómico) para detectar los trofozoítos y los quistes. Las heces deben analizarse para detectar el antígeno o el ADN de E. histolytica; estas pruebas son más sensibles y pueden diferenciar E. histolytica de E. dispar y otras amebas no patógenas. |
Heces | |||
Especies de Cryptosporidium | Examen de huevos y parásitos en materia fecal en varias heces recién eliminadas (≥ 3) recogidas diariamente o en días alternos | Refrigerar y examinar muestras recién eliminadas, conservarlas en formol u otro fijador. Manipular con cuidado ya que las muestras frescas y las conservadas en dicromato son infecciosas. El aspirado duodenal o la biopsia pueden ser diagnósticos. | Examinar preparados húmedos con microscopia óptica convencional, contraste con interferencia diferencial y de inmunofluorescencia. Colorear las muestras con a tinción de ácido alcohol modificada o de safranina modificada. Las pruebas para identificar antígenos o ADN en materia fecal son más sensibles. |
Especies de Cyclospora | Examen de huevos y parásitos en heces en múltiples muestras de heces frescas recogidas diariamente o cada dos días | Las muestras deben refrigerarse y examinarse en fresco o congeladas, o conservarse en formol al 10% o dicromato de potasio al 2,5%. Diferentes pruebas de laboratorio requieren distintas técnicas de preservación. Las técnicas de concentración aumentan la sensibilidad. | Examinar preparados húmedos con microscopia óptica convencional, microscopia de contraste con interferencia diferencial de luz brillante y con microscopia de fluorescencia ultravioleta. Los oocistos son autofluorescentes bajo luz ultravioleta. Las muestras fijadas pueden teñirse con colorante ácido alcohol modificado o safranina modificada. Un ensayo de esporulación puede diferenciar Cyclospora de algas azul-verdes. Las pruebas para identificar ADN en las heces son más específicas y más sensibles. |
Especies de Cystoisospora | Examen de huevos y parásitos en heces en múltiples muestras de heces frescas recogidas diariamente o cada dos días | Examen en fresco o conservación en formalina u otro fijador. Las técnicas de concentración aumentan la sensibilidad. | Los oocistos pueden observarse en preparados húmedoss con microscopia de contraste con interferencia diferencial en luz brillante o epifluorescencia. Las muestras fijadas deben teñirse con ácido alcohol modificado. Cuando las heces son negativas, el examen de aspirado duodenal o una muestra de biopsia puede ser diagnóstica. |
Entamoeba dispar Entamoeba histolytica Otras amebas | Se recolectan varias muestras de heces recién eliminadas por la mañana | Examinar muestras sin formar o diarreicas antes de que transcurran 15 minutos de la deposición. Conservar las heces formadas en el refrigerador hasta su evaluación. Conservar en formalina u otro fijador. | Usar preparados húmedos y tinciones permanentes (p. ej., tricrómico) y técnicas de concentración para detectar los quistes. Deben examinarse las heces en busca del antígeno específico o ADN de E. histolytica, que es más sensible y puede distinguir a E. histolytica de E. dispar y otras amebas no patógenas. |
Especies de Enterobius | Huevos recolectados del área perianal sobre una tira de celofán y colocados en un portaobjetos Examen de huevos y parásitos en heces en múltiples muestras de heces frescas recogidas diariamente o cada dos días | Se recolectan muestras del área perianal por la mañana antes de una deposición o del baño. | Los huevos de Enterobius en ocasiones se observan en una muestra de heces o en una muestra cervical o vaginal (p. ej. como hallazgo incidental en una prueba de Papanicolaou [Pap test]). Se pueden observar gusanos adultos durante el examen de la región perianal o la vagina. |
Especies de Giardia | Múltiples muestras de heces recién eliminadas (≥ 3) recolectadas en días alternos por la mañana Aspirados duodenales obtenidos mediante endoscopia gastrointestinal alta para detectar trofozoítos | Examen en fresco o conservación en formalina u otro fijador. | Examinar muestras directos y concentradas. Los quistes generalmente se observan en preparados húmedos y los trofozoítos se observan en portaobjetos fijados con tricrómico. Las pruebas para identificar antígenos o ADN en materia fecal son más sensibles. |
Microsporidia | Varias muestras de heces recolectadas todos los días o en días alternos | Pueden requerirse biopsias del intestino delgado si la evaluación de las heces es negativa. | Las muestras teñidas con métodos cromotrópicos son las empleadas con mayor frecuencia. Los agentes quimiofluorescentes como calcoflúor blanco también pueden utilizarse para la identificación rápida de estos microorganismos. La microscopia electrónica es el método más sensible y se emplea para definir la especie. Existen ensayos de ADN en heces o tejidos para algunas especies. |
Cestodos (tenias) Nematodos (gusanos redondos) Ascaris Anquilostoma Strongyloides Trichuris Trematodos (duelas) Otros | Múltiples muestras de heces recolectadas todos los días (se necesitan hasta 7 para Strongyloides) | Refrigere la muestra y examínela en fresco (sin fijar), o fíjela en formol al 10% y concéntrela mediante sedimentación con acetato de etilo. | En la infección por Strongyloides, se detectan larvas activas; en el resto de las helmintiasis intestinales, se identifican huevos. Si las heces se mantienen a temperatura ambiente, los huevos del anquilostoma pueden eclosionar, liberando larvas que deben diferenciarse de las larvas de Strongyloides. Cuando se sospecha Strongyloides y el examen directo es negativo, se debe realizar ≥ 1 de las siguientes pruebas especializadas en heces:
|
Esputo o material aspirado de las vías respiratorias | |||
Especies de Paragonimus | Esputo reciente | Examinar las muestras tan pronto como sea posible o conservarlas para su examen posterior. | Pueden ser necesarias técnicas de concentración. En ocasiones hay huevos en el líquido pleural. |
Especies de Strongyloides (hiperinfección) | Esputo, cualquier material aspirado, líquido obtenido por lavado broncoalveolar o material de drenaje | Examinar las muestras tan pronto como sea posible o conservarlas para su examen posterior. | Pueden identificarse larvas activas en preparados húmedos o pueden fijarse y teñirse con Giemsa. |
Biopsia de pulmón | |||
Especies de Paragonimus | Biopsia pulmonar a cielo abierto o percutánea bajo guía fluoroscópica o tomográfica | Recoger y colocar en un recipiente estéril con solución fisiológica estéril. Preparación y tinción con Giemsa o hematoxilina-eosina. | Se pueden identificar huevos y trematodos adultos. |
Piel | |||
Especies de Leishmania (leishmaniasis cutánea) | Biopsia de un área no ulcerada de la lesión e improntas citológicas o raspados | Búsqueda de amastigotes en preparaciones por impronta o frotis teñidos con Giemsa y en muestras de biopsia teñidas con hematoxilina-eosina. | Los amastigotes de LeishmaniaLson morfológicamente indistinguibles de los de Trypanosoma cruzi. Leishmania puede cultivarse a partir de biopsias de piel, pero el crecimiento in vitro puede llevar semanas. Existen ensayos moleculares para ADN de Leishmania. |
Onchocerca volvulus | Para los pacientes infectados en África: tomas de muestra de piel del muslo, los glúteos o la cresta ilíaca. Para los pacientes infectados en Latinoamérica: tomas de muestra de piel de la cabeza, la escápula o los glúteos. | Para cortar la piel, esta se desinfecta con alcohol, se inserta una aguja de diámetro 25 justo debajo de la epidermis, se levanta y se corte un pequeño trozo de tejido con un bisturí o una hoja de afeitar, o se usa una herramienta de biopsia por punción esclerocorneal. No deben provocarse hemorragias. Examen en fresco, o fijación en metanol y tinción con Giemsa o hematoxilina-eosina. | Deben examinarse muestras suspendidas en solución fisiológica para detectar microfilarias móviles que migran de la lesión en la piel. Las microfilarias pueden observarse en los cortes de tejidos. |
Secreciones o biopsia urogenital | |||
Schistosoma haematobium, en ocasiones S. japonicum | Orina recién emitida o biopsia vesical, en particular del área circundante al trígono | El horario recomendado para la recolección de la orina es entre el mediodía y las 3 de la tarde. La centrifugación aumenta la probabilidad de detección. | Los huevos se pueden identificar en preparados húmedos de orina o en muestras de biopsia de la vejiga. |
Trichomonas vaginalis | Hisopados de secreciones vaginales, cervicales, uretrales o prostáticas colocados en un tubo con una pequeña cantidad de solución fisiológica estéril | Examinar las muestras de montaje húmedo dentro de 10–15 minutos de la recolección de las secreciones vaginales porque las tricomonas se vuelven menos móviles con el tiempo. | La identificación de microorganismos móviles en preparados húmedos es el método más rápido, pero es menos sensible. El cultivo es más sensible pero tarda 5–7 días y requiere incubación. También están disponibles pruebas de amplificación de ácidos nucleicos altamente sensibles y específicas realizadas en muestras vaginales, cervicales, uretrales y de orina. |
LBA = lavado broncoalveolar; EDTA = ácido etilendiaminotetraacético UV = ultravioleta. *Un montaje húmedo es una técnica de laboratorio que involucra colocar una muestra en un portaobjetos con una gota de líquido y un cubreobjetos para facilitar el examen microscópico e identificar parásitos. | |||
Basado en CDC: Laboratory Identification of Parasitic Diseases of Public Health Concern, que aporta instrucciones detalladas. | |||
La infección parasitaria debe considerarse especialmente entre los diagnósticos diferenciales en algunas situaciones clínicas, por ejemplo, la aparición de fiebre en un viajero que regresa de un área endémica puede sugerir la posibilidad de paludismo. Las personas que han emigrado de áreas endémicas a áreas no endémicas y que regresan a sus hogares para visitar a amigos y familiares tienen un riesgo particularmente alto. Los miembros inmediatos de la familia, como cónyuges e hijos, también tienen mayor riesgo. Los inmigrantes que viajan a su país de origen pueden volver a ser susceptibles a infecciones endémicas debido a la disminución de la inmunidad por falta de exposición continua. En consecuencia, pueden ser menos propensos a buscar vacunas previas al viaje, medicamentos profilácticos o asesoramiento de salud preventiva. Comparado con turistas que se quedan en hoteles los inmigrantes también tienen más probabilidades de visitar áreas con mayores tasas de transmisión de enfermedades (1).
Aunque es menos frecuente, también debe considerarse la posibilidad de infección parasitaria adquirida en forma local en residentes de países con sistemas de saneamiento modernos que presentan síndromes clínicos sugestivos, incluso si no han viajado; algunos parásitos son endémicos de los países desarrollados y otros (principalmente los que se transmiten por vía fecal-oral) pueden contagiarse de viajeros infectados.
La información sobre exposición, los hallazgos en la exploración física y los datos de las pruebas de laboratorio también pueden sugerir una infección parasitaria específica. Por ejemplo, la eosinofilia es frecuente cuando los helmintos viajan a través del tejido y sugiere una infección parasitaria en un inmigrante o un viajero que regresó a su hogar.
El diagnóstico de infecciones parasitarias se basó en la identificación de óvulos, larvas o parásitos adultos en heces, sangre, tejido u otras muestras o en la presencia de anticuerpos en el suero, pero el diagnóstico se basa cada vez más en la identificación de antígenos del parásito o pruebas moleculares para el ADN del parásito.
En numerosos centros médicos importantes, clínicas de asesoramiento por viajes y centros de salud pública pueden realizarse consultas a médicos con experiencia en infecciones parasitarias y enfermedades tropicales.
Para una descripción detallada de los métodos de diagnóstico, véase Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern de los Centers for Disease Control and Prevention (CDC).
Parásitos del tubo digestivo
Varios estadios de protozoos y helmintos que infectan el tubo digestivo se eliminan típicamente a través de las heces. La detección sistemática requiere el examen de las muestras de heces, de ser posible 3 muestras recolectadas en diferentes días, porque la eliminación puede variar. La sensibilidad de los exámenes de heces para detectar huevos y parásitos es tan baja que cuando el médico sospecha firmemente la posibilidad de esta infección debe considerarse el tratamiento empírico incluso si el examen de heces es negativo.
Existen ensayos moleculares sensibles y específicos, como ensayos basados en reacción en cadena de la polimerasa (PCR) múltiple, para detectar antígenos de Giardia, Cryptosporidium, Entamoeba histolytica, y Cyclospora en heces; sin embargo, estos ensayos pueden ser costosos (2) (véase tabla Pruebas serológicas y moleculares para infecciones parasitarias). Los ensayos de PCR múltiple pueden detectar múltiples patógenos entéricos con mayor sensibilidad y velocidad que las modalidades diagnósticas tradicionales como cultivos; sin embargo, estos ensayos no diferencian entre organismos viables y no viables. Esta falta de diferenciación puede presentar desafíos para la interpretación, en particular cuando se detectan múltiples patógenos en una sola muestra. En estos casos, la historia del paciente, las manifestaciones clínicas y temporales de los síntomas infecciosos, y la cantidad relativa de ADN del patógeno pueden ser útiles para guiar las decisiones de tratamiento (3).
Las muestras de heces recién eliminadas no contaminadas con orina, agua, suciedad ni desinfectantes (independientemente de si se obtuvieron en la clínica o en el hogar del paciente) deben enviarse al laboratorio dentro de la hora siguiente; las heces no formadas o acuosas tienen más probabilidades de contener trofozoítos móviles. Cuando la muestra ya está en el laboratorio, si no se examina inmediatamente, debe refrigerarse, pero no congelarse. Luego, los técnicos de laboratorio deben emulsionar porciones de heces frescas en fijador para preservar los protozoos gastrointestinales. Pueden también usarse técnicas de concentración para aumentar la sensibilidad. Si se sospecha estrongiloidiasis, se deben realizar una o más pruebas especializadas en heces si no se observan larvas en el examen directo de las heces frescas. Los antibióticos, el material de contraste radiológico, los laxantes y los antiácidos pueden comprometer la detección de los huevos y los parásitos durante varias semanas. Si se sospechan infecciones por nematodos, también se puede utilizar cinta de celofán o hisopos anales para recolectar huevos de oxiuros o tenias.
Debe considerarse la indicación de sigmoidoscopia o colonoscopia en pacientes con síntomas digestivos persistentes cuando los exámenes habituales en heces son negativos y se cree firmemente en la posibilidad de una amebiasis. Las muestras obtenidas con sigmoidoscopia deben tomarse con cureta o cucharilla (los hisopos no son adecuados) y procesarse de inmediato para su evaluación microscópica. La endoscopia digestiva alta puede realizarse para incluir aspirados duodenales o muestras de biopsia de intestino delgado; las muestras endoscópicas del tubo digestivo superior a veces pueden ser necesarias para el diagnóstico de infecciones como la criptosporidiosis y la microsporidiosis.
Pruebas serológicas para detectar infecciones parasitarias
Algunos parásitos pueden detectarse con pruebas serológicas (véase tabla Pruebas serológicas y moleculares para detectar infecciones parasitarias).
Pruebas serológicas y moleculares para detectar infecciones parasitarias
Infección | Anticuerpo | Antígeno o ADN/ARN |
|---|---|---|
Protozoos y microsporidias | ||
Tripanosomiasis africana (Trypanosoma brucei gambiense solo) | Prueba de aglutinación en tarjeta para T. b. gambiense, otras pruebas rápidas de flujo lateral | — |
EIA, IHA | Materia fecal: antígeno (EIA), PCR | |
IF | Sangre: PCR | |
EIA, IFA, IB | Sangre, tejido o LCR: PCR | |
— | Materia fecal: antígeno (EIA), PCR | |
— | Heces: PCR | |
Infección por amebas de vida libre (Acanthamoeba, Naegleria fowleri, y Balamuthia mandrillaris) | IFA de tejido encefálico, piel o córnea para Acanthamoeba (rara vez se encuentra en el LCR) IFA de muestras de tejido (Balamuthia) | LCR, cerebro u otro tejido: PCR LCR o tejido: IFA (Naegleria fowleri) |
— | Materia fecal: antígeno (EIA), DFA, PCR | |
EIA o IFA (para leishmaniasis visceral pero no para la cutánea) | Sangre o tejido: PCR | |
Inmunofluorescencia (no para la malaria aguda) | Sangre: ICG para antígeno (prueba de diagnóstico rápido), PCR | |
IF | Sangre, orina, heces o LCR: PCR | |
IFA, EIA (IgG e IgM) | Tejido o sangre: PCR | |
Inmunofluorescencia directa (secreción urogenital) Inmunofluorescencia directa (secreción urogenital) Inmunofluorescencia directa (secreción urogenital) | Secreción urogenital: antígeno (prueba de diagnóstico rápido de antígeno), PCR | |
Nematelmintos | ||
IB de suero o LCR | — | |
Filariasis linfática (Wuchereria bancrofti) | EIA | — |
EIA, IFA, IHA | Muestras de materia fecal, aspirado duodenal, y/o biopsia (posiblemente esputo en infecciones diseminadas): PCR/LAMP | |
EIA, IFA | — | |
EIA (mayor sensibilidad para la enfermedad visceral que para la enfermedad ocular), IB | — | |
Duelas | ||
CF, IB, EIA | — | |
FAST-ELISA, IB, IHA, EIA | Sangre, orina y/o heces: detección de antígenos; la PCR está disponible en algunos laboratorios de referencia | |
EIA, IB | — | |
Tenias | ||
EIA (IgG), IHA, IFA, IB | — | |
Neurocisticercosis (Taenia solium) | IB (suero o LCR), EIA | Suero o líquido cefalorraquídeo: antígeno (utilizado para evaluar las respuestas a la terapia, no lo bastante sensible para el diagnóstico) Líquido cefalorraquídeo: PCR (disponibilidad limitada) |
CDC = Centers for Disease Control and Prevention; FC = fijación del complemento; LCR = líquido cefalorraquídeo (CSF); DFA = prueba de anticuerpo fluorescente directo; EIA = enzimoinmunoensayo; FAST-ELISA = ensayo de inmunoadsorción ligado a enzimas de Falcon; IB = inmunoblot; ICG = prueba inmunocromatográfica; IFA = prueba de anticuerpo fluorescente indirecto; IHA = hemaglutinación indirecta; LAMP = amplificación isotérmica mediada por bucles; PCR = reacción en cadena de la polimerasa; MET = microscopia electrónica de transmisión. | ||
NOTA: se comercializan algunos equipos para la detección de antígenos y parásitos. Otros están disponibles en los CDC u otros laboratorios de referencia. Las pruebas moleculares (p. ej., PCR) para ADN están disponibles para detectar protozoos entéricos en muestras de heces, pero son costosas. Las pruebas moleculares para otros parásitos están disponibles en laboratorios de referencia o de investigación. | ||
Basado en CDC’s Laboratory Identification of Parasites of Public Health Concern. | ||
Referencias del diagnóstico
1. Centers for Disease Control and Prevention (CDC): Visiting Friends & Relatives: VFR Travel. CDC Yellow Book 2024. Accessed January 31, 2025.
2. Shane AL, Mody RK, Crump JA, et al. 2017 Infectious Diseases Society of America Clinical Practice Guidelines for the Diagnosis and Management of Infectious Diarrhea. Clin Infect Dis. 2017;65(12):e45-e80. doi:10.1093/cid/cix669
3. Miller JM, Binnicker MJ, Campbell S, et al. A Guide to Utilization of the Microbiology Laboratory for Diagnosis of Infectious Diseases: 2018 Update by the Infectious Diseases Society of America and the American Society for Microbiology. Clin Infect Dis. 2018;67(6):e1-e94. doi:10.1093/cid/ciy381
Tratamiento de las infecciones parasitarias
Diversos tratamientos según la infección específica
(Véase en infecciones específicas en otra parte del MANUAL).
Los consejos para tratar infecciones parasitarias impartidos por expertos están disponibles en centros médicos y de salud pública importantes y en clínicas de viajes, así como en A-Z Index of Parasitic Diseases (Ïndice de la A a la Z de las enfermedades parasitarias) de los CDC (por las siglas en inglés de Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades), en Clinical Care of Soil-transmitted Helminths (Atención médica de los helmintos transmitidos a través del suelo) de los CDC y en libros de texto de enfermedades infecciosas y medicina tropical.
Algunos medicamentos que no están aprobados por la U.S. Food and Drug Administration de los Estados Unidos para las infecciones parasitarias pueden obtenerse en CDC Drug Service.
Prevención de las infecciones parasitarias
Las vacunas antimalaria recientemente desarrolladas, R21/Matrix-M y RTS,S, son las primeras vacunas licenciadas para la prevención de una infección parasitaria (véase WHO: Malaria vaccines (RTS,S and R21). En la actualidad se desarrollan vacunas para la prevención de otras infecciones parasitarias, como esquistosomiasis, leishmaniasis, y uncinariasis. De lo contrario, la prevención se basa en gran medida en estrategias de evitación.
La transmisión de la mayoría de los parásitos intestinales puede prevenirse mediante lo siguiente:
La eliminación higiénica de las heces
Lavado de manos
La cocción adecuada de los alimentos
La provisión de agua purificada
El lavado de manos es muy importante después del uso de baños y letrinas y antes de la preparación de alimentos. Durante viajes a áreas con exposición potencial a infecciones parasitarias que se transmiten por vía fecal-oral, el mejor consejo es "cocínalo, hiérvelo, pélalo, u olvídalo", lo que significa que los viajeros deben evitar lo siguiente: comer carne, pescado, mariscos y huevos que no estén completamente cocidos; comer frutas o verduras crudas; y comer o beber productos lácteos no pasteurizados o zumos de frutas. Una excepción a esta guía es que las frutas o verduras con cáscara gruesa (p. ej., plátanos) usualmente se consideran seguras para comerse crudas si la cáscara se lava antes de retirarla. Se debe tener cuidado de verificar que el agua potable se obtenga de fuentes seguras. Debido a que algunos parásitos sobreviven la congelación, los cubos de hielo a veces pueden transmitir enfermedades, a menos que estén hechos de agua purificada. Cuando se cumplen estas medidas, se reduce aunque no se elimina el riesgo de desarrollar infecciones parasitarias intestinales, así como el riesgo de gastroenteritis bacteriana y viral.
Otras medidas de seguridad para prevenir infecciones parasitarias incluyen retirar las cajas de arena para gatos de las áreas donde se prepara comida para prevenir la toxoplasmosis. No se debe nadar en lagos, lagunas o ríos donde la esquistosomiasis es endémica ni caminar con los pies descalzos o tener contacto de la piel desnuda con superficies en zonas donde puedan hallarse anquilostomas.
La prevención de la malaria y de muchas otras enfermedades transmitidas por vectores involucra lo siguiente:
Vestimenta de camisas de manga larga y pantalones largos
Se aplican repelentes de insectos con dietiltoluamida (DEET) en la piel expuesta y permetrina en las prendas (sin embargo, tratar la ropa es menos efectivo que usar repelentes de insectos en la piel)
Uso de mosquiteros en las ventanas, aire acondicionado y tules sobre las camas impregnados en permetrina u otros insecticidas
Usar aerosoles insecticidas, incluyendo aerosoles de permetrina o piretroides en hogares y exteriores
Para residentes en áreas no endémicas que viajan a regiones donde se transmite la malaria y reciben medicamentos antipalúdicos profilácticos
Los individuos que viajan a zonas rurales de Latinoamérica no deben dormir en casas de adobe donde las vinchucas pueden transmitir la enfermedad de Chagas. En África, los viajeros deben evitar las ropas de colores brillantes y vestir camisas y pantalones largos para prevenir la picadura de la mosca tsetsé en las regiones africanas donde puede contraerse la enfermedad del sueño.
Pueden obtenerse recomendaciones específicas para viajes a diversos países en Centers for Disease Control and Prevention (CDC): Travelers' Health y CDC Yellow Book.
Más información
El siguiente recurso en inglés puede ser útil. Tenga en cuenta que el MANUAL no es responsable por el contenido de este recurso.
Centers for Disease Control and Prevention (CDC): Laboratory Identification of Parasitic Diseases of Public Health Concern
