Sang

Babesia spp

Frottis épais et minces comme pour Plasmodium spp

Prélever comme pour Plasmodium spp.

Coloration de Wright ou de Giemsa.

La morphologie est semblable à celle des Plasmodium spp en forme d'anneau mais sans pigment ni gamétocytes. Les tétrades assurent le diagnostic de Babesia spp mais ne sont pas fréquentes.

Les frottis sanguins épais peuvent être difficiles à interpréter et ne doivent être effectués que par un microscopiste expérimenté.

Filarioses

Frottis fin et épais provenant d'1 mL de sang anticoagulé; si le premier prélèvement est négatif, 5 à 10 mL concentrés par centrifugation ou filtration

Microfilaires de Wuchereria bancrofti et Brugia malayi: prélever le sang entre 10 heures et 14 heures.

Loa loa, Dipetalonema perstans et Mansonella ozzardi: prélever le sang entre 10 heures du matin et 18 heures.

Colorer directement au Giemsa ou à l'hématoxyline-éosine ou, pour une plus grande sensibilité, après concentration dans du formol à 2% (technique de Knott) ou après filtration à travers une membrane Nucleopore.

Plasmodium spp

Frottis minces et goutte épaisse de sang capillaire (c'est-à-dire, au niveau du doigt ou du lobe de l'oreille, à l'aide d'un bistouri jetable) ou 5–10 mL de sang anticoagulé frais (de préférence dans des tubes de prélèvement contenant de l'EDTA)

Recueillir des prélèvements pendant la phase aiguë de la maladie.

Préparer les frottis de capillaire ou du sang sur anticoagulant dans les 3 heures suivant le prélèvement.

Coloration de Wright ou de Giemsa.

S'assurer que les lames sont très propres.

Trypanosoma spp

Frottis mince de sang capillaire ou 5–6 mL de sang anticoagulé

Prélever du sang capillaire ou anticoagulé. Frottis sur lames de verre.

Diverses techniques de concentration sont utilisées pour améliorer la sensibilité.

Les trypanosomes motiles sont visibles dans les préparations humides; la coloration de Giemsa (ou de Field) permet de les identifier dans des préparations fixées.

Moelle osseuse, autres tissus réticuloendothéliaux ou liquide céphalorachidien

Leishmania spp (leishmaniose viscérale)

Ponction de la moelle osseuse, de la rate, du foie ou des ganglions lymphatiques ou frottis de concentrés leucocytaires

Frottis sur lames de verre.

Utiliser la coloration de Giemsa, de Wright-Giemsa ou la coloration à l'hématoxyline-éosine.

Naegleria

Acanthamoeba

Balamuthia

Liquide céphalorachidien frais

Utiliser une technique de prélèvement stérile.

Examiner les prélèvements dès que possible.

Examiner sur un microscope en lumière ordinaire ou en contraste de phase.

Les parasites peuvent être détectés en raison de leurs mouvements; ils peuvent être fixés et colorés au Giemsa ou cultivés.

Rhodesiense

Trypanosoma brucei gambiense

Ponction-aspiration des ganglions lymphatiques ou d'un chancre

Liquide céphalorachidien frais

Utiliser une technique de prélèvement stérile.

Utiliser un montage humide pour identifier les parasites mobiles ou les fixer et les colorer au Giemsa ou une coloration de champ avant ou après la concentration par centrifugation.

Aspiration duodénale ou biopsie jéjunale

Giardia spp

Cryptosporidium spp

Cystoisospora spp

Cyclospora spp

Microsporidies

Strongyloides spp

Aspiration duodénale ou prélèvements de la biopsie jéjunale

Examiner les prélèvements obtenus par aspiration immédiatement ou les fixer et les colorer. Effectuer l'examen histopathologique des prélèvements biopsiques.

Utiliser un montage humide d'aspirations pour identifier les ovules ou larves de Strongyloides. Des colorations multiples peuvent être utilisées pour un diagnostic (voir Selles plus loin pour les détails).

La microscopie électronique à transmission est la principale méthode de détection et d'identification des microsporidies.

Biopsie rectale

Schistosoma mansoni

Schistosoma japonicum

Prélèvement de prélèvements de biopsie rectale, paroi dorsale (valve de Houston), à environ 9 cm de l'anus

Préparer l'examen histopathologique et écraser un fragment entre 2 lames pour augmenter sensibilité.

L'identification de l'espèce repose sur la morphologie des œufs.

Sigmoïdoscopie (rectoscopie)

Entamoeba histolytica

Grattage avec une curette ou à l'aide d'une pince à biopsie ou aspiration d'une lésion au moyen d'une pipette d'1 mL munie une poire (les coton-tiges ne sont pas efficaces)

Examiner le prélèvement immédiatement ou après fixation et coloration.

Utiliser des montages humides ou des lames fixées et colorées (p. ex., au Trichrome) pour détecter les trophozoïtes et les kystes. Les selles doivent être testées à la recherche de l'antigène ou de l'ADN d'E. histolytica; ces tests sont plus sensibles et peuvent différencier E. histolytica d'E. dispar et d'autres amibes non pathogènes.

Fèces

Cryptosporidium spp

Plusieurs selles fraîchement recueillies (≥ 3) quotidiennement ou 1 jour/2

Réfrigérer et examiner les prélèvements frais ou les conserver dans du formol ou un autre fixateur.

Les manipuler avec précaution; les selles fraîches et conservées dans du dichromate sont infectantes.

L'aspiration ou la biopsie duodénale peut être diagnostique.

Examiner les montages humides sous hydroxyde de potassium au microscope à la lumière conventionnelle, ou en contraste d'interférence différentiel et par immunofluorescence directe.

Colorer les prélèvements par la technique de coloration acido-résistante ou à la safranine, modifiées. Les tests détectant les antigènes ou l'ADN sont plus sensibles.

Cyclospora spp

Plusieurs selles fraîchement recueillies quotidiennement ou 1 jour/2

Les échantillons doivent être réfrigérés et examinés frais ou congelés ou conservés dans du formol à 10% et du dichromate de potassium à 2,5%. Différents tests de laboratoire nécessitent différentes techniques de conservation. Les techniques de concentration augmentent la sensibilité.

Examiner les montages humides sous hydroxyde de potassium en lumière conventionnelle, contraste d'interférence différentielle et microscopie par fluorescence. Les oocystes sont auto fluorescents à la lumière UV. Les prélèvements fixés peuvent être colorés par la technique de coloration acido-résistante modifiée ou à la safranine, modifiées. Un test de sporulation peut différencier les algues Cyclospora des algues bleu-vert.

Les dosages de l'ADN dans les selles sont spécifiques et plus sensibles.

Cystoisospora spp

Plusieurs selles fraîchement recueillies quotidiennement ou 1 jour/2

Examiner frais, ou conserver dans le formol ou un autre fixateur. Les techniques de concentration augmentent la sensibilité.

Les oocystes peuvent être visualisés sur montage humide sous hydroxyde en microscopie par contraste d'interférence différentielle ou par microscopie à épifluorescence. Colorer les prélèvements fixés par la technique de coloration acido-résistante modifiée. Lorsque les selles sont négatives, l'examen de l'aspiration duodénale ou d'un échantillon de biopsie peut être diagnostique.

Entamoeba dispar

Entamoeba histolytica

Autres amibes

Plusieurs selles fraîchement recueillies (≥ 3) le matin

Examiner les prélèvements de selles molles ou diarrhéiques dans les 15 min.

Garder les selles fermes réfrigérées jusqu'à l'examen. Conserver dans du formol ou un autre fixateur.

Faire un montage humide sous hydroxyde de potassium et des lames fixées et colorées (p. ex., une coloration Trichrome) et des techniques de concentration pour les kystes.

Les selles doivent être testées à la recherche de l'antigène ou de l'ADN d'E. histolytica; ces tests sont plus sensibles et peuvent différencier E. histolytica d'E. dispar et d'autres amibes non pathogènes.

Enterobius spp

Les œufs prélevés dans la zone située autour de l'anus sur un ruban adhésif et placés sur une lame en verre

Recueillir dans la zone située autour de l'anus le matin avant la toilette ou la défécation.

Les œufs d'Enterobius sont parfois observés dans un prélèvement de selles ou dans un prélèvement vaginal effectué pour un test de Papanicolaou. Les vers adultes peuvent être observés au niveau de la région périanale ou dans le vagin.

Giardia spp

Plusieurs selles fraîchement recueillies (≥ 3) le matin 1 jour/2

Examiner frais, ou conserver dans du formol ou un autre fixateur. Les trophozoïtes peuvent également être détectés dans les aspirats duodénaux.

Faire un examen direct et après concentration. Les kystes sont habituellement vus dans les montages humides et les trophozoïtes sont vus sur des lames colorées au Trichrome. Les tests détectant les antigènes ou l'ADN sont plus sensibles.

Microsporidies

Plusieurs selles recueillies quotidiennement ou 1 jour/2

Des biopsies de l'intestin grêle peuvent être nécessaires si les selles sont négatives.

Les prélèvements colorés par le trichrome de Weber sont les plus utilisés. Des agents chémofluorescents comme le Calcofluor blanc peuvent aussi être utilisés pour une identification rapide.

La microscopie électronique est la technique la plus sensible et est utilisée pour la spéciation.

Des dosages de l'ADN dans les selles ou les tissus sont disponibles pour certaines espèces.

Cestodes (Ténias)

Nématodes (vers ronds)

Ascaris

Ankylostomes

Strongyloides

Trichuris

Trématodes (Douves)

Autres

De multiples selles recueillies quotidiennement (jusqu'à 7 nécessaires pour Strongyloides)

Réfrigérer le prélèvement et l'examiner frais ou le fixer dans du formol à 10% et le concentrer par sédimentation au formol-acétate d'éthyle.

Les larves mobiles sont observées avec Strongyloides; des œufs sont observés dans le cas d'autres helminthes intestinaux.

Si les selles sont maintenues à température ambiante, les œufs d'ankylostome peuvent faire éclore des larves qui doivent être différenciées des larves de Strongyloides.

Quand Strongyloides est suspecté et l'examen direct négatif, un ou plusieurs des examens spécialisés de selles suivants doivent être effectués; concentration par formol dans l'acétate d'éthyle, récupération des larves par la technique de l'entonnoir de Baermann, culture par la méthode de la plaque filtrante de Harada-Mori ou culture sur plaque de gélose.

Crachats ou aspiration des voies respiratoires

Paragonimus spp

Crachats frais

Examiner les prélèvements dès que possible ou les préserver un examen ultérieur.

Des techniques de concentration peuvent être nécessaires. Occasionnellement, des ovules sont présents dans le liquide pleural.

Strongyloides spp (hyperinfection)

Crachats, toute matière aspirée, liquide obtenu par lavage alvéolaire ou matériel de drainage

Examiner les prélèvements dès que possible ou les conserver pour un examen ultérieur.

Les larves mobiles peuvent être observées en montage humide sous hydroxyde de potassium et peuvent être cultivées ou fixées et colorés au Giemsa.

Biopsie pulmonaire

Paragonimus spp

Biopsie pulmonaire à ciel ouvert ou biopsie percutanée guidée par radioscopie ou TDM

Recueillir et placer dans un récipient stérile avec une solution physiologique stérile. Fixer et colorer au Giemsa ou l'hématoxyline-éosine.

Les œufs et les adultes de douves peuvent être identifiés.

Peau

Leishmania spp (leishmaniose cutanée)

Biopsie d'une zone non ulcérée de la lésion et préparations par empreinte sur lame ou frottis de grattage

Rechercher des amastigotes sur des préparations par empreinte sur lame ou des frottis colorés au Giemsa et dans des échantillons de biopsie colorés à l'hématoxyline-éosine.

Les amastigotes de Leishmania sont morphologiquement indiscernables de ceux de Trypanosoma cruzi. Leishmania peut être cultivé à partir de biopsies cutanées, mais la croissance in vitro peut prendre des semaines. Des dosages moléculaires de l'ADN de leishmania sont disponibles.

Onchocerca volvulus

Chez les patients infectés en Afrique, on procède à des biopsies cutanées superficielles, exsangues, de la cuisse, des fesses ou de la crête iliaque

Chez les patients infectés en Amérique latine, on prélève des biopsies cutanées superficielles de la tête, de l'omoplate ou des fesses

Dans le cas des biopsies cutanées superficielles, désinfecter la peau avec de l'alcool, insérer une aiguille de calibre 25 juste sous l'épiderme, la soulever et couper de petits morceaux de peau avec une lame de bistouri ou de rasoir ou pratiquer une biopsie à l'aide d'un appareil à biopsie sclérocornéenne. Des saignements ne doivent pas être observés. Examiner frais, ou fixer dans du méthanol et colorer avec du Giemsa ou de l'hématoxyline-éosine.

Examiner le prélèvement déposé dans du sérum physiologique à la recherche de microfilaires mobiles migrant depuis le fragment de peau. Les microfilaires peuvent être vues sur les sections tissulaires.

Sécrétions génito-urinaires ou biopsie

Schistosoma haematobium, rarement S. japonicum

Urine fraîche ou biopsie de la vessie, en particulier de la zone autour du trigone

L'heure recommandée pour la collecte de l'urine est entre 12 et 15 heures. La centrifugation augmente la détection.

On peut observer des œufs dans les urines ou dans les biopsies de la vessie.

Trichomonas spp

Écouvillons stériles des sécrétions prostatiques, vaginales, ou urétrales placé dans un tube avec une petite quantité de solution physiologique stérile

Dire aux femmes de ne pas faire des irrigations vaginales pendant 3–4 jours avant de recueillir les prélèvements.

Envoyer les prélèvements au laboratoire dès que possible.

L'identification des microrganismes mobiles sur montage humide sous hydroxyde de potassium est la méthode la plus rapide. L'immunofluorescence directe est plus sensible dans le cas des parasites; la culture est la méthode la plus sensible mais nécessite un délai de 3 à 7 jours. Des tests d'amplification des acides nucléiques sont disponibles.